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¿Están muertas las mitocondrias?


En el video "¿Qué es la vida? ¿Es la muerte real?", El tema de las mitocondrias se plantea en 2:58. A las 3:12, el narrador dice "[las mitocondrias] ya no están vivas: están muertas".

¿Qué corrientes de pensamiento conducen a esta afirmación?

Cuando busco mitocondrias muertas en Google, obtengo muchos enlaces sobre el papel de las mitocondrias en la muerte celular, pero no veo en ningún lugar donde se discuta la afirmación de este video.


SolarLunix publicó una excelente respuesta detallando los criterios para ser clasificado como "vivo", y mostró que según esos criterios, las mitocondrias podrían considerarse como "muertas".

Sin embargo, yo diría que la declaración del narrador en su video no tiene ningún sentido. La teoría actualmente aceptada de la evolución de las mitocondrias (y posiblemente otros orgánulos) a partir de procariotas de vida libre se llama simbiogénesis y postula que los progenitores mitocondriales comenzaron a vivir simbióticamente con los precursores de los eucariotas hace unos 1.500 millones de años. La vida se originó en la Tierra hace unos 3.500 millones de años, por lo que las células eucariotas (portadoras de mitocondrias) han existido durante un poco menos de la mitad de ese tiempo.

En ese lapso de tiempo increíblemente grande (si contaras 1 número por segundo, llegarías a 1.500 millones en aproximadamente 47.5 años), lo que solía ser un organismo independiente (asumimos) se ha convertido en un orgánulo, una parte integral de la eucariota. celda. Absolutamente no podría sobrevivir fuera de la célula por sí solo, y depende de las señales de la célula (principalmente, las necesidades energéticas de la célula detectadas por las proteínas "sensoras" de moléculas clave como la glucosa y el ATP) para reproducirse.

Por lo tanto, es más apropiado pensar en las mitocondrias simplemente como otro orgánulo, al igual que el retículo endoplásmico, los lisosomas o el núcleo. No tiene sentido pensar en esas otras estructuras como "vivas" o "muertas", del mismo modo que no tiene sentido pensar en las mitocondrias de la misma manera. Si ellos usó ser independientes, pero ya no lo son; en cambio, son una parte bien integrada de toda la célula.


Respuesta corta: Según la definición de vida, sí, las mitocondrias están "muertas".


Para ser considerado vivo, un organismo debe cumplir los siguientes criterios:

  • estructura organizada que realiza una función específica
  • una capacidad para sostener la existencia, p. por alimento
  • una capacidad para responder a los estímulos o a su entorno
  • capaz de adaptarse
  • la capacidad de germinar o reproducirse

¿Están organizadas las mitocondrias?

Sí, tienen una estructura que les permite metabolizar la energía que les trae la célula.

¿Pueden las mitocondrias sostener su propia existencia?

No, muchos de los genes que las mitocondrias necesitan para funcionar ya no se encuentran en las mitocondrias. Necesitan que la célula huésped les proporcione gran parte de lo que necesitan.

Tenga en cuenta que estoy señalando la genética de las mitocondrias. Solían estar incluidos en la propia mitocondria y se han trasladado al ADN de la célula huésped. Por eso los considero "muertos" porque ya no son su propio organismo, son un orgánulo que ayuda a la célula a mantenerse viva.

Podemos detenernos aquí ya que esto descalifica a las mitocondrias de ser consideradas vivas. Sin embargo, para completar, continuaré.

¿Pueden las mitocondrias responder a los estímulos?

Sí, para que se divida recibe la señalización de la célula. Consideraría esto una respuesta a su entorno.

¿Pueden reproducirse las mitocondrias?

Sí, su reproducción es muy similar a la reproducción de una bacteria, a través de un proceso llamado fisión.


Conclusión: Dado que las mitocondrias no pueden mantener la existencia, solas (gracias a que ya no tienen su genoma completo) están muertas.


Me gustaría ampliar un poco la publicación de SolarLunix, porque la lógica utilizada en la conclusión también significaría que los endosimbiontes, como https://en.wikipedia.org/wiki/Buchnera_(bacterium), que no pueden sobrevivir fuera de su anfitrión son también "muerto".

Creo que muchos de nosotros no estamos de acuerdo con esa noción, por lo que diría que es el hecho de que muchos de sus genes se han reubicado en el núcleo lo que los convierte en orgánulos y, por lo tanto, en subestructuras de la célula eucariota y, por lo tanto, "muertos".

Sin embargo, en última instancia, creo que es más una cuestión de semántica, ya que se podría argumentar que representan una etapa avanzada de endosimbiosis.


Qué pregunta tan brillante para promover una discusión. Las mitocondrias definitivamente se reproducen, mantienen un mejor flujo de energía que cualquier otra parte de la célula y mantienen un estado de entropía muy baja al explotar ese flujo de energía. Puede que no sea una respuesta de libro de texto, pero estar vivo realmente se trata de disminuir la entropía local mediante la explotación de un flujo de energía. Sospecho que las mitocondrias han dejado de cambiar bajo las presiones de la selección natural, pero ¿y qué? Han sido prácticamente perfectas durante mil millones de años.


¿Están muertas las mitocondrias? - biología

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Definición de mitocondrias

Las mitocondrias son orgánulos celulares que producen energía a través de la respiración aeróbica. Aunque las mitocondrias tienen muchas funciones vitales, son más conocidas como las plantas de energía de la célula.

Son sumamente importantes para su cerebro y sus músculos, ya que utilizan más energía que el resto de sus órganos.

Las mitocondrias son como baterías celulares que deben cargarse constantemente a través de la respiración. Suministran energía a todas las células, tejidos y órganos del cuerpo. Por ejemplo, su cerebro quema más energía que cualquier otro órgano. Por lo tanto, sus células cerebrales tienen una gran cantidad de mitocondrias.

La salud y la fuerza de su cuerpo en un momento dado dependen de la salud de sus mitocondrias. Si desea aumentar su fuerza y ​​su potencial energético, debe proteger sus mitocondrias.


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¿Están muertas las mitocondrias? - biología

Los estudios bioquímicos pioneros han forjado durante mucho tiempo el concepto de que las mitocondrias son la "fuente de energía de la célula". Estos estudios, combinados con el origen evolutivo único de las mitocondrias, abrieron el camino a décadas de investigación centrada en el orgánulo como un componente funcional esencial, pero independiente, de la célula. Sin embargo, recientemente, nuestra visión conceptual de este orgánulo aislado se ha modificado profundamente con el descubrimiento de que las mitocondrias funcionan dentro de un retículo integrado que es continuamente remodelado por eventos de fusión y fisión. La identificación de una serie de proteínas que regulan estas actividades está comenzando a proporcionar detalles mecánicos de la remodelación de la membrana mitocondrial. Sin embargo, la pregunta más amplia permanece con respecto al propósito subyacente de la dinámica mitocondrial y la traducción de estas transiciones morfológicas en resultados funcionales alterados. Una hipótesis ha sido que la respiración y el metabolismo mitocondriales pueden estar regulados espacial y temporalmente por la arquitectura y el posicionamiento del orgánulo. La evidencia reciente apoya y amplía esta idea al demostrar que las mitocondrias son una parte integral de múltiples cascadas de señalización celular. Curiosamente, proteínas como GTPasas, quinasas y fosfatasas están involucradas en la comunicación bidireccional entre el retículo mitocondrial y el resto de la célula. Estas proteínas vinculan la función y la dinámica mitocondrial con la regulación del metabolismo, el control del ciclo celular, el desarrollo, las respuestas antivirales y la muerte celular. En esta revisión destacaremos la evidencia emergente que proporciona una definición molecular a las mitocondrias como plataforma central en la ejecución de diversos eventos celulares.


Resultados

H2O2-Muerte celular cigótica inducida caracterizada por morfología y tinción TUNEL

En el cultivo de control, los cigotos de ratón B6C3F1 se escindieron normalmente (95%) el día 2 y se desarrollaron a blastocistos (92%) el día 4 (figura 2). En los blastocistos desarrollados, se observó un promedio de 2 células apoptóticas mediante la tinción TUNEL (Fig. 3D), un resultado similar al mostrado anteriormente [43]. Como se ha reconocido que los blastocistos exhiben PCD [32, 33, 43, 50], tinción positiva para TUNEL de blastocistos tratados con H2O2 durante 1 h se utilizaron como control positivo para confirmar la eficacia de este ensayo apoptótico aplicado en cigotos. Veinticuatro horas después de los tratamientos, el número total de células (55 ± 19) fue significativamente (PAG & lt 0.05) reducido y el porcentaje (25 ± 34%) de células apoptóticas aumentó significativamente en blastocistos (n = 11) tratados con 200 μM de H2O2, en comparación con los valores de control, blastocistos no tratados (106 ± 14 y 2 ± 2%, respectivamente, n = 14). Sin embargo, 100 μM H2O2 el tratamiento no afectó tanto a las células totales como a las apoptóticas en los blastocistos (112 ± 23 y 2 ± 3%, respectivamente, n = 11). En experimentos preliminares, los efectos de H2O2 sobre la escisión y el desarrollo de cigotos o embriones de ratón de dos células mostraron dependencia de la concentración y el tiempo (datos no mostrados).

Efectos de H2O2 sobre el desarrollo de cigotos de ratón recolectados el Día 1. En el cultivo de control no tratado, un promedio de 95% de cigotos (n = 95) se escindió en el Día 2 y el 92% se convirtió en blastocistos. Tratamiento de cigotos (n = 90) con 200 μM de H2O2 inhibió la escisión y el desarrollo, causando características morfológicas de muerte celular apoptótica, incluida la contracción celular y la formación de ampollas en la membrana o vacuolas citoplasmáticas

Efectos de H2O2 sobre el desarrollo de cigotos de ratón recolectados el Día 1. En el cultivo de control no tratado, un promedio de 95% de cigotos (n = 95) se escindió en el Día 2 y el 92% se convirtió en blastocistos. Tratamiento de cigotos (n = 90) con 200 μM de H2O2 inhibió la escisión y el desarrollo, causando características morfológicas de muerte celular apoptótica, incluida la contracción celular y la formación de ampollas en la membrana o vacuolas citoplasmáticas

Tinción TUNEL de muerte celular en cigotos de ratón. En el control negativo, no se añadió la enzima desoxinucleotidil transferasa terminal. Los paneles superiores muestran el control negativo sin enzima añadida (A), Tinción TUNEL negativa en 200 μM de H2O2cigotos tratados (15 min) (B), pero tinción positiva (fluorescencia verde con filtro de isotiocianato de fluoresceína) en H 1 mM2O2cigotos tratados (1,5 h) (C) dentro de las 24 h posteriores al tratamiento. Paneles inferiores: tinción TUNEL en el día 4 en un blastocisto desarrollado como en el grupo de control (D) y 200 μM H2O2-detenido unicelular (mi). La punta de flecha indica núcleos TUNEL positivos y la flecha indica cuerpo polar

Tinción TUNEL de muerte celular en cigotos de ratón. En el control negativo, no se añadió la enzima desoxinucleotidil transferasa terminal. Los paneles superiores muestran el control negativo sin enzima añadida (A), Tinción TUNEL negativa en 200 μM de H2O2cigotos tratados (15 min) (B), pero tinción positiva (fluorescencia verde con filtro de isotiocianato de fluoresceína) en H 1 mM2O2cigotos tratados (1,5 h) (C) dentro de las 24 h posteriores al tratamiento. Paneles inferiores: tinción TUNEL en el día 4 en un blastocisto desarrollado como en el grupo de control (D) y 200 μM H2O2-detenido unicelular (mi). La punta de flecha indica núcleos TUNEL positivos y la flecha indica cuerpo polar

Tratamiento suave de cigotos con 200 μM de H2O2 durante 15 min inhibió completamente la escisión y los cigotos se detuvieron en la etapa de una célula a partir de entonces (Fig. 2). Los cigotos tratados exhibieron una morfología encogida, pero no mostraron tinción positiva para PI 24 h después del tratamiento, cuando los pronúcleos no estaban condensados. Solo el 31% de los cigotos mostraron tinción positiva para PI a las 48 h después del tratamiento. El ensayo TUNEL no reveló fragmentación de ADN en pronúcleos durante 48 h (Tabla 1). A las 72 h después del tratamiento, los pronúcleos se tiñeron positivamente con PI y el 46% de los cigotos mostraron una tinción TUNEL débil. Por el contrario, el tratamiento intensivo de cigotos con 1 mM de H2O2 durante 1,5 h indujo pronúcleos encogidos y ADN fragmentado detectado por tinción TUNEL tan pronto como a las 5 h, y más evidentemente a las 24 h después del tratamiento (Fig. 3, C, C ', C "). A las 5 h, los cigotos sufrieron una degeneración caracterizada por la contracción del citoplasma, la permeabilidad de la membrana al PI y la condensación de los pronúcleos (Fig. 4). La Tabla 1 muestra que la muerte celular ocurrió en cigotos tan pronto como 5 h después del estrés oxidativo intensivo (1 mM H2O2 durante 1,5 h), mientras que la muerte celular obvia no ocurrió hasta 48 h después en cigotos expuestos a estrés oxidativo leve (200 μM H2O2 durante 15 min). Además, la interrupción del desarrollo y la inducción de la muerte celular resultó de H2O2 sí mismo porque la catalasa, un descomponedor de H2O2, podría revertir completamente este efecto (datos no mostrados).

H2O2-Muerte celular inducida en cigotos de ratón.

Tratamiento . Horas después del tratamiento. % Muerto a (no examinado). % TUNEL-positivo b (no examinado).
Control 5 0 (50) 0 (30)
H2O2 (1 mM) 5-24 96 (67) 89 (3 7)
H2O2 (200 μM) c 24 0 (88) 0 (33)
48 31 (83) 0 (24)
72 88 (48) 46 (22)
Tratamiento . Horas después del tratamiento. % Muerto a (no examinado). % TUNEL-positivo b (no examinado).
Control 5 0 (50) 0 (30)
H2O2 (1 mM) 5-24 96 (67) 89 (3 7)
H2O2 (200 μM) c 24 0 (88) 0 (33)
48 31 (83) 0 (24)
72 88 (48) 46 (22)

Tinción viva y muerta Incluye tinción PI y Hoechst, y datos agrupados de Live and Dead Kit de al menos 4 réplicas.

Datos agrupados de 3 réplicas.

Antes de 24 h después del tratamiento, todos los cigotos eran PI negativos y no presentaban tinción TUNEL positiva (datos no mostrados en esta tabla). Los cuerpos polares mostraron FITC positivo a las 24-48 h (37%, n = 27) y 72 h ( 100%, n = 22).

H2O2-Muerte celular inducida en cigotos de ratón.

Tratamiento . Horas después del tratamiento. % Muerto a (no examinado). % TUNEL-positivo b (no examinado).
Control 5 0 (50) 0 (30)
H2O2 (1 mM) 5-24 96 (67) 89 (3 7)
H2O2 (200 μM) c 24 0 (88) 0 (33)
48 31 (83) 0 (24)
72 88 (48) 46 (22)
Tratamiento . Horas después del tratamiento. % Muerto a (no examinado). % TUNEL-positivo b (no examinado).
Control 5 0 (50) 0 (30)
H2O2 (1 mM) 5-24 96 (67) 89 (3 7)
H2O2 (200 μM) c 24 0 (88) 0 (33)
48 31 (83) 0 (24)
72 88 (48) 46 (22)

Tinción viva y muerta Incluye tinción de PI y Hoechst, y datos agrupados de Live and Dead Kit de al menos 4 réplicas.

Datos agrupados de 3 réplicas.

Antes de 24 h después del tratamiento, todos los cigotos eran PI negativos y no presentaban tinción TUNEL positiva (datos no mostrados en esta tabla). Los cuerpos polares mostraron FITC positivo a las 24-48 h (37%, n = 27) y 72 h ( 100%, n = 22).

Cigotos a las 5 h después del tratamiento con 1 mM de H2O2 durante 1,5 h se muestra la contracción celular (A) y la permeabilidad de la membrana al PI (B). NP, Pronúcleo PB, cuerpo polar

Cigotos a las 5 h después del tratamiento con 1 mM de H2O2 durante 1,5 h se muestra la contracción celular (A) y la permeabilidad de la membrana al PI (B). NP, Pronúcleo PB, cuerpo polar

Liberación de citocromo c y activación de caspasa

Además, buscamos determinar si la muerte celular de los cigotos inducida por un estrés oxidativo leve e intenso difería en los sellos bioquímicos críticos, incluida la liberación del citocromo c y la activación de la caspasa. Los experimentos se replicaron tres veces, con al menos 50 embriones observados en cada tratamiento. H2O2 El tratamiento de 200 μM durante 15 min o 1 mM durante 1,5 h indujo diferentes dinámicas de liberación de citocromo cy activación de caspasa. La inmunotinción mostró que los cigotos normales mostraban tinciones reticuladas y puntiformes para el citocromo c (Fig. 5B), coincidente con la localización de las mitocondrias ([45, 46], resultados no publicados). Cigotos tratados con 1 mM de H2O2 durante 1,5 h casi invariablemente exhibió una distribución difusa de tinción de citocromo c, indicativo de su liberación de las mitocondrias, desde 1, 2, 4 y 6 h después del tratamiento hasta el final del período de observación a las 24 h (Fig. 5A). Tratamiento con 200 μM H2O2 durante 15 min no indujo la liberación de citocromo c hasta 72 h después del tratamiento, cuando aparecieron grumos de mitocondrias y algún grado de distribución homogénea del citocromo c en el citoplasma. Antes de las 48 h, no hubo cambios detectables en la localización del citocromo c, aunque se observó cierta aglutinación de mitocondrias por tinción con JC-1 y por observación ultraestructural, como se muestra a continuación.

Micrografía de fluorescencia que muestra una distribución homogénea de la tinción del citocromo c, lo que indica la liberación del citocromo c en cigotos tratados con 1 mM de H2O2 durante 1,5 h (A), y puntuar la localización del citocromo c en las mitocondrias en cigotos de control (B)

Micrografía de fluorescencia que muestra una distribución homogénea de la tinción del citocromo c, que indica la liberación del citocromo c en cigotos tratados con H 1 mM2O2 durante 1,5 h (A), y puntuar la localización del citocromo c en las mitocondrias en cigotos de control (B)

Del mismo modo, 200 μM H2O2 no indujo la activación de caspasa en cigotos dentro de las 48 h posteriores al tratamiento. Sin embargo, 1 mM H2O2 desencadenó la activación de la caspasa tan pronto como a las 3 h, y la caspasa activa se detectó durante 24 h. En los cigotos de control no tratados, la baja actividad de caspasa se caracterizó por una tinción de color amarillo parduzco claro, que se muestra en un aspecto gris homogéneo (Fig. 6A). La mancha marrón o marrón oscuro del citoplasma (etapa temprana) o pronúcleos (etapa tardía) indicó caspasa activa después del tratamiento apoptótico, que se muestra en negro en la Figura 6, B y C. De manera similar, se detectó caspasa activa en el citoplasma y más tarde en los núcleos. en ovocitos apoptóticos mediante análisis de fluorescencia [30]. Tratamiento con 1 mM H2O2 También se ha demostrado que induce la activación de la proteasa similar a la caspasa 3 en las células PC 12 [41]. La Figura 6D muestra la tinción de caspasa activa en blastocistos como control positivo. De hecho, la expresión de caspasa se detectó en blastocistos [32, 51]. La caspasa activa parecía estar correlacionada con la fragmentación del ADN en los blastocistos.

Ensayo de actividad de caspasa. A) Cigotos normales con sólo una ligera tinción de fondo, lo que indica ausencia de activación de caspasas. B y C) Sugerencia de tinción marrón de caspasa activa en H 1 mM2O2cigotos tratados con tinción marrón muy oscura en los pronúcleos, indicados por dos flechas. D) Control de la tinción en un blastocisto (dos puntas de flecha indican tinción de caspasa activa en dos células)

Ensayo de actividad de caspasa. A) Cigotos normales con sólo una ligera tinción de fondo, lo que indica ausencia de activación de caspasas. B y C) Sugerencia de tinción marrón de caspasa activa en H 1 mM2O2cigotos tratados con tinción marrón muy oscura en los pronúcleos, indicados por dos flechas. D) Control de la tinción en un blastocisto (dos puntas de flecha indican tinción de caspasa activa en dos células)

Cambios en MMP y distribución de mitocondrias activas

La muerte cigótica inducida por estrés oxidativo leve pareció más interesante porque la detención prolongada del ciclo celular imita la muerte celular de los óvulos humanos senescentes y porque el envejecimiento se asocia con una oxidación leve, en lugar de un estrés intenso agudo. Buscamos determinar si la MMP, la distribución y la estructura también se vieron afectadas por H leve2O2 tratamiento, como se ha informado en PCD en muchos tipos de células somáticas. Los cambios en MMP, evaluados por el cambio en la emisión de fluorescencia y la intensidad del tinte JC-1, se compararon entre cigotos de control no tratados y cigotos tratados con 200 μM de H2O2 1, 2, 3, 4 y 6 h después del tratamiento. En el control, cigotos normales precargados con JC-1, las poblaciones mitocondriales con alta energía se distribuyeron uniformemente por todo el citoplasma, apareciendo como fluorescencia roja (Fig. 7, A y B). Los cigotos vivos, al igual que otras células, exhiben tanto mitocondrias despolarizadas como hiperpolarizadas [13, 48]. Después de la exposición a 200 μM H2O2 durante 15 min, la MMP se despolarizó rápidamente, como lo muestra la fluorescencia verde dominante en la región intermedia del citoplasma, así como la desaparición de la fluorescencia roja y la aparición de agregados anaranjados alrededor de las regiones corticales. A partir de 2 h después del tratamiento, la intensidad de la relación de píxeles, que refleja el MMP, fue menor en la región intermedia de H2O2embriones tratados que en los embriones de control (Fig. 7C). Se observó distribución perinuclear de mitocondrias activas en cigotos de control, pero no en H2O2cigotos tratados (Fig. 8).

Imágenes de microscopía confocal de mitocondrias en cigotos de ratón teñidos con JC-1. A) Canal 1 con rojo (hiperpolarizado, agregados J), canal 2 con verde (forma monomérica de JC-1) y fluorescencia combinada (para análisis de imágenes de relación) en cigotos cultivados de control y 200 μM de H2O2cigotos tratados a las 4 h. B) Mayor aumento en el citoplasma central de cigotos. PN, Pronúcleo. C) El análisis de imágenes de relación recogido de las imágenes confocales. El promedio de MMP relativo de cigotos de control en cada punto de tiempo se estableció en 100%, y el MMP en cigotos tratados se expresó en relación con el control para ese punto de tiempo. MMP en cigotos disminuyó a partir de 2 h después del tratamiento de 200 μM H2O2 durante 15 min y continuó cayendo durante las horas siguientes. Los datos se presentan como medias ± DE en tres repeticiones

Imágenes de microscopía confocal de mitocondrias en cigotos de ratón teñidos con JC-1. A) Canal 1 con rojo (hiperpolarizado, agregados J), canal 2 con verde (forma monomérica de JC-1) y fluorescencia combinada (para análisis de imágenes de proporción) en cigotos cultivados de control y 200 μM de H2O2cigotos tratados a las 4 h. B) Mayor aumento en el citoplasma central de cigotos. PN, Pronúcleo. C) El análisis de imágenes de proporción recogido de las imágenes confocales. El promedio de MMP relativo de cigotos de control en cada punto de tiempo se estableció en 100%, y el MMP en cigotos tratados se expresó en relación con el control para ese punto de tiempo. MMP en cigotos disminuyó a partir de 2 h después del tratamiento de 200 μM H2O2 durante 15 min y continuó cayendo durante las horas siguientes. Los datos se presentan como medias ± DE en tres repeticiones

Tinción con MitoTracker de mitocondrias activas en cigotos. La distribución peripronuclear de las mitocondrias se observó (flecha) en cigotos de control pero ausente (punta de flecha) alrededor de los pronúcleos (NP) en cigotos tratados con 200 μM de H2O2. Bajo la formación de imágenes de contraste de interferencia diferencial, los pronúcleos pudieron verse intactos en ambos cigotos de grupo. Se visualizaron diferentes embriones bajo contraste de interferencia diferencial y fluorescencia.

Tinción MitoTracker de mitocondrias activas en cigotos. Se observó distribución peripronuclear de mitocondrias (flecha) en cigotos de control pero ausente (punta de flecha) alrededor de los pronúcleos (NP) en cigotos tratados con 200 μM de H2O2. Bajo imágenes de contraste de interferencia diferencial, los pronúcleos pudieron verse intactos en ambos grupos cigotos. Se visualizaron diferentes embriones bajo contraste de interferencia diferencial y fluorescencia.

Observación ultraestructural de las mitocondrias

En cigotos de control no tratados (Fig. 9), las mitocondrias inmaduras, vacuoladas y en forma de esfera exhibían matrices densas en electrones sin crestas obvias. Las mitocondrias estaban esparcidas por la región intermedia del citoplasma (Fig. 9, paneles superiores). En cigotos tratados con 200 μM H2O2, se observaron alteraciones de la estructura mitocondrial, incluida la rotura de la matriz, a las 2 h. A las 4 h después del tratamiento, se encontró una mayor pérdida de matriz y un aumento del tamaño de la vacuola (Fig. 9, B y D). Parecía que la membrana estaba dañada en algunas mitocondrias. Además, las mitocondrias se agregaron dentro del citoplasma (Fig. 9, panel superior). No vimos cambios estructurales obvios en otros orgánulos, incluida la envoltura nuclear y los nucléolos.

Micrografías de electrones de la ultraestructura mitocondrial de cigotos de ratón tratados con 200 μM de H2O2. Arriba: Distribución homogénea mitocondrial en la región intermedia de cigotos de control y agregación de mitocondrias en el citoplasma en H2O2cigotos tratados. × 4000. A, C) Control de cigotos B, D) H2O2cigotos tratados que muestran alteración de la ultraestructura de las mitocondrias en la matriz o la membrana. × 34 000

Micrografías de electrones de la ultraestructura mitocondrial de cigotos de ratón tratados con 200 μM de H2O2. Arriba: Distribución homogénea mitocondrial en la región intermedia de cigotos de control y agregación de mitocondrias en el citoplasma en H2O2cigotos tratados. × 4000. A, C) Control de cigotos B, D) H2O2cigotos tratados que muestran alteración de la ultraestructura de las mitocondrias en la matriz o la membrana. × 34 000


El potencial de membrana mitocondrial (MMP), como indicador clave de la función mitocondrial, puede reflejar el estado de salud celular. La disfunción de MMP, incluso los cambios sutiles inusuales, pueden afectar en gran medida las bioactividades intracelulares, provocando diversas enfermedades, como queratitis, diabetes, enfermedad de Alzheimer e incluso cáncer. Por lo tanto, detectar la variación de MMP tiene una gran importancia para la investigación biológica y el diagnóstico médico. Debido a las ventajas del tiempo real y en el lugar monitoreo, se han desarrollado una variedad de sondas fluorescentes orgánicas en los últimos años para la detección de MMP. Sin embargo, este tema interesante y de frontera no ha sido revisado hasta ahora. En esta revisión, nos centraremos en varios tipos de sondas fluorescentes orgánicas recientes que han proporcionado información sobre la detección de MMP, incluidos los conceptos de diseño, los mecanismos de respuesta y las aplicaciones de los ejemplos representativos. Además, todavía existen algunas deficiencias y limitaciones de las sondas fluorescentes existentes en la detección de MMP, como susceptibles a interferencias, detección no cuantificable y falta de aplicación clínica. Esta revisión crítica puede promover el desarrollo de sondas fluorescentes MMP más robustas, proporcionando herramientas más poderosas para investigar la biología básica para mejorar los diagnósticos y tratamientos del cáncer en las clínicas en el futuro.

Se han revisado por primera vez los desarrollos recientes de sondas de fluorescencia orgánica para detectar el potencial de membrana mitocondrial (MMP).


Antioxidantes en las mitocondrias

Se ha demostrado que las sustancias químicas presentes en algunas frutas y verduras tienen actividad antioxidante. Esto significa que, en las pruebas de laboratorio, pueden neutralizar los radicales libres. Se pensaba que consumir estos alimentos, o extractos hechos de ellos, ayudaría al cuerpo a eliminar los radicales libres dañinos.

Investigaciones recientes sugieren que los antioxidantes funcionan de manera diferente en el cuerpo que en el laboratorio. Ahora se cree que algunos antioxidantes, en particular, una clase de sustancias químicas vegetales conocidas como polifenoles, tienen un efecto directo sobre las mitocondrias. Parece que estimulan las mitocondrias para que se vuelvan más eficientes en la generación de energía a partir de los alimentos, por lo que generan menos radicales libres y los neutralizan más rápidamente. Es como si el funcionamiento de las mitocondrias estuviera siendo "ajustado" por estos polifenoles, un efecto similar al inducido en las mitocondrias por el ejercicio.


CONCLUSIÓN

Como se describe en esta revisión, numerosos mecanismos de regulación mitocondrial, desde redes de genes diferenciales hasta controles enzimáticos, se destacan en facilitar la ERM y permitir que los organismos sobrevivan a tensiones ambientales extremas. De hecho, los temas metabólicos centrales y las adaptaciones únicas resaltadas, así como las nuevas preguntas discutidas, representan direcciones futuras relevantes que mejorarán nuestra comprensión de los fundamentos moleculares de las adaptaciones mitocondriales extremas.


Conclusiones y perspectivas

Hemos introducido los tipos y mecanismos de regulación de la piroptosis brevemente y discutimos el efecto significativo de las mitocondrias sobre la apoptosis en esta revisión. Además de la discusión del mecanismo entre la apoptosis de tipo de muerte celular bien conocida y las mitocondrias, también se enfatizó la muerte celular apoptótica mediada por MOMP en diferentes vías de señalización. Según hallazgos recientes, se destacó aún más la asociación entre MOMP y la piroptosis mediada por inflamasomas, y también se reveló la interacción entre la piroptosis y la apoptosis. Aunque las mitocondrias están involucradas en una variedad de tipos de muerte celular reguladora, los mecanismos moleculares involucrados no son completamente exactos. Además, en realidad existen fármacos o moléculas terapéuticas que se dirigen a las mitocondrias para regular los procesos patológicos que involucran a las mitocondrias. Estudios anteriores han informado alguna vez que el complejo de poros de transición de permeabilidad (PTPC), un complejo de múltiples proteínas, participa en el metabolismo de la estabilidad mitocondrial y también en las vías apoptóticas intrínsecas relacionadas con las mitocondrias (Deniaud et al., 2006). Esta intervención dirigida, que integra múltiples señales de muerte, puede ser una estrategia terapéutica prometedora para la aplicación clínica. Survivina, un miembro de la familia de genes IAP5, también ha demostrado actuar como factor regulador de la apoptosis mitocondrial e inhibir la apoptosis mitocondrial mediante el uso de tecnología de transducción de adenovirus en estudios tanto en animales como en células (Blanc-Brude et al., 2003). Además, un dominio de homología de las regiones de homología de BCL-2 (BH3) Los peptidomiméticos pueden inhibir la apoptosis y, por lo tanto, intervenir en la progresión de ciertas enfermedades relacionadas, aunque el desarrollo de intervenciones dirigidas aún es limitado (Nemec y Khaled, 2008). En resumen, la regulación dirigida de las mitocondrias y sus procesos patológicos relacionados ha despertado gradualmente un gran interés. Si bien se necesitan más investigaciones y exploraciones, esto no impide que se dirijan a las mitocondrias como una nueva estrategia prometedora para regular la muerte celular para lograr el control de la enfermedad o el tratamiento de los propósitos.


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